ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ

ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ, животные, служащие в лабораториях различного типа для,научшэ-практических целей. Л. ж. лгогут быть такие, к-рые легко добываются, хорошо содержатся или разводятся в лабораторной обстановке и кроме того пригодны по своим свойствам для тех или иных опытов и проб. Состав группы Л. ж. по видам непостоянен. По мере роста экспериментального направления в биологии и в медицине в связи со специальными задачами возникающих новых вопросов и с открытием новых качеств нек-рых животных последние также вовлекаются в сферу лабораторного применения, как напр. Drosophila со времени классических опытов Моргана.—Практически различают обыкновенных и редких Л. ж. К первым относятся виды, имеющие очень широкое применение, напр. кролик, белые мыши и крысы, морская свинка, собака, лягушка и др. Ко второй группе принадлежат виды животных, реже применяемые для решения специальных вопросов (напр. черепаха, рыбы, тритоны), а также имеющие ограниченное распространение па лабораториям (напр. обезьяны в умеренной полосе). Под Л. ж. понимаются обычно позвоночные животные, но и различные беспозвоночные практически являются Л. ж., как напр. инфузории для фармакол. опытов, комары Anopheles для экспериментального заражения малярией б-ных, страдающих прогрессивным параличом, плодовая муха Drosophila и т. д. Список Л. ж. Тип Protozoa (простейшие). Инфузори и—Paramaecium cau-datum (инфузория туфелька).—Тип Arthropod a (членистоногие). Класс Insecta (насекомые). Двукрылые: Anopheles maculi-pennis (обыкновенный малярийный комар). Drosophila (плодовая муха). Aphaniptera. Блохи, различные виды. Rhynchota (хоботные): Cimex lectularius (постельный клоп). Pseudorhynchota. Вши рода Pediculus. Le-pidoptera (чешуекрылые), Bombyx mori (тутовый шелкопряд), Lymantria dispar (непарный шелкопряд). — Тип Vertebrata (позвоночные). Класс Pisces (рыбы). Различные виды рыб: окунь, щука и др. Класс Amphibia (земноводные): Rana temporaria (серая лягушка), Rana esculenta (съедобная лягушка), "Siredon pisciformis (аксолотль). Различные виды тритонов. Класс Reptilia (пресмыкающиеся). Различные виды черепах: Testudo graeca. Класс Aves (птицы): Gallus domestica (курица), Columba livia (голубь), Dryospiza canaria (канарейка). Класс Mammalia (млекопитающие). Отряд Rodentia (грызуны):: Mus musculus (белая мышь—альбинос домовой мыши), Mus decu-manus (белая крыса—альбинос пасюка), Са-via cobaya (морская свинка), Lepus cuni-culus (кролик). Отряд Ungulata (копытные): Bos taurus (бык), Ovis aries (овца), Сарга hircus (коза), Sus scrofa (свинья), Equus caballus (лошадь). Отряд Carnivora (хищные): Felis domestica (кошка домашняя), Canis familiaris (собака домашняя). Отряд Insectivora (насекомоядные): Erina-ceus europaeus (ёж). Отряд Primates (приматы): обезьяны-мартышки Cercopithecus, макаки (Macacus . rhesus, Macacus sinicus и др.), Inuus ecaudatus и др. Цели использования Л. ж. Выделяется 4 направления в использовании Л. ж. 1. Эксперименты для научно-исследовательских целей, охватывающих общую биологию, генетику, психологию, физиологию, эндокринологию, общую патологию, пат. анатомию, паразитологию, мед. зоологию, гигиену, бактериологию, учение об инфекционных б-нях, серологию, токсикологию, учение об ядовитых животных, фармакологию с учением об О. В., дезинсекцию и др. 2. Эксперименты для диагностических (прикладных) целей в частной патологии, бактериологии, серологии, паразитологии, судебной медицине, токсикологии. 3. Использование для производственных целей: выработка вакцин, антитоксических сывороток, virus fixe, различных компонентов для иммунобиологических реакций, сывороток для определения принадлежности к группам крови; для добывания натурального желудочного сока, извлечения различных ферментов и др. составных частей организма, для экстрагирования или хим. извлечения действующих начал эндокринных органов, ядов нек-рых Лгивотных и др. 4. Для специальных клин, целей (пересадка различных органов внутренней секреции, костей и др.). Содержание Л. ж. Культивирование простейших, именно инфузорий, производится настаиванием мелко изрезанного сена в воде в большой банке, содержимой в тепле. Инфузории появляются недели через 2—3. Если инфузории не появились, то приливают немного прудовой или болотной воды; в таких культурах максимум богатства инфузориями приходится на конец 2-й недели. Содержание и разведение насекомых на положении Л. ж. имеет гдавн. образом целью изучение переноса ими возбудителей различных паразитарных и инфекционных б-ней, а также использование насекомых в качестве орудия для заражения человека нек-рыми лихорадочными б-нями (малярия) в лечебных целях и для изучения дезинсекционных средств.—A. Anopheles ma-с u 1 i p e n n i s—обыкновенный малярийный комар; зимой может быть добыт на зимовках, к-рыми служат подвалы, помещения для животных, погребицы, сараи и др. Для отыскания зимовок полезна связь с местными малярийными станциями. Зимуют оплодотворенные самки. При перенесении в тепло комары отогреваются, переходят в деятельное состояние и охотно пьют кровь человека. Комаров содержат в ламповых стеклах, концы к-рых затянуты марлей, прихваченной резиновым кольцом, или в различных деревянных (проволочных и др.) садках с сетчатыми стенками (рис. 1). При кормлении на гаметонбсителях и содержании в тепле можно легко получить Anopheles со спорозоитами в слюнных железах и зимой (Симанин). Кормлением таких комаров на прогрессивных паралитиках, можно привить последним малярию. При содержании комаров при пониженной t° можно сохранять их с инфицирующими спорозоитами до 3 месяцев. При повторных отогреваниях такие комары могут повторно пить кровь и заражать людей (James). Для кормления на человеке к коже руки или ноги прикладывают ламповое стекло или стакан ■ с комарами, к-рые могут колоть и через марлевую сетку. Учитывая, что Anopheles не всегда одинаково охотно и быстро сосет кровь, удобнее пользоваться ящиками с сеточными стенками и двумя матерчатыми рукавами, через к-рые проводят руку внутрь ящика, где помещаются комары. В летнее время комаров выплаживают из пойманных личинок и куколок. Ловят их в различных водоемах сачком, тарелкой, кюветкой и т. д., зачерпывая поверхностный слой воды, где обычно держатся водные стадии превращения Anopheles. Добытый материал рассаживают по аквариумам (банки из-под варенья, стаканы, стеклянные сосуды и др.), куда наливают воду из соответствующего водоема. Аквариум закрывают колпаком из сетки или марли, в к-ром и задерживаются вылупляющиеся комары. В специальных больших садках, являющихся комбинацией аквариума с террариумом, Anopheles могут копулировать и откладывать яйца, но такое разведение их в обычных лабораторных условиях почти невозможно, тогда какжел-толихорадочный комар (Aedes argenteus) размножается в лабораторной, обстановке легко. Вылупившиеся и неоплод отворенные Anopheles пьют кровь человека в общем плохо, но экспериментальное заражение их малярией все же возможно (Вешезеров). Б. Блохи с успехом могут быть разводимы в лаборатории. Личинок блох выбирают из подстилки логова млекопитающих или вытряхивают из шерсти, где они могут быть в значительном количестве у запущенных собак. Для массовой выборки блох из мусора сусличьих гнезд применяют терм-эклектор Иоффа. Наилучшей пищей для личинок блох в лаборатории является сухая кровь, растертая в тонкий порошок. Вместе с опилками или песком ее насыпают слоем в 1—2 мм на дно чашечки Коха, к-рую закрывают крышечкой. Сухая кровь весьма гигроскопична; поэтому заряженный ею садок должен быть сухим. Можно устроить «блошиный завод» в литровой материальной банке, пробка к-рой пронизана отрезком стеклянной трубки (рис. 2). На дно насыпают опилки пальца на 2 и кладут взрослых блох. Для кормления их в банку опускают клеточку из пробивного сита, в к-рую-запирают белую мышь. Через час мышь освобождают и снимают с нее блох, к-рых водворяют на место в банку. Блохи здесь же откладывают яйца, из которых вылупляются личинки, питающиеся испражнениями взрослых блох. Для массового содержания и разведения блох применяют более крупные «заводы» (рис. 3). При индивидуальном хранении блох размещают по пробиркам с обрезками фильтровальной бумаги. Пробирки завязывают марлей и хранят в погребе или в ящиках с увлажнением. Для кормления таких блох снимают марлю и пробиркой накрывают тело привязанного к станку хо-зяина. По окончании кормления под пробирку пододвигают полоску картона, закрывают ею отверстие пробирки, переворачивают последнюю и снова завязывают марлей. Большинство блох может питаться кровью разнообразных хозяев, что облег- чает лабораторное содержание этих паразитов. В. Постельный клоп также является многоядным паразитом. Клопов содержат в чашечках Коха между слоями фильтровальной бумаги. При t° между 25—30° клопов надо кормить раз в 2—-3 дня. При t° ниже 12° они крови не пьют. Культуру клопов можно законсервировать на долгий срок, поместив их в прохладное, темное место (погреб, ледник и др.). Кормление клопов можно производить на мыши, запертой в клеточку, описанную выше (как для содержания блох). Г. Человеческие вши (Pediculus ca-pitis и Pediculus vestimenti). Для массового сбора материала берут белье или платье сильно завшивевшего человека, а также состриженные волосы. Добытые предметы кладут на большой лист стекла (рис. 4), на к-ром наложено защитное кольцо из мокрой глины. Узкой стороной лист располагают по направлению к окну. С внутр. стороны защитного кольца кладут узкую полосу бумаги, применяемой для ловли мух. Вся установка помещается в теплой комнате при t° не ниже 15°. Голодные вши ползут по направлению к источнику света и задерживаются клейкой бумагой, с к-рой их собирают пинцетом, беря за ножку. Работать безопаснее с обнаженными до локтя руками, т. к. вши легко цепляются за рукава. Гнид собирают, вырезывая куски пояса или швов, особенно богатые ими, или расщипывая волокна самой материи. Воспитание вшей в лаборатории более трудно, чем других эктопаразитов, т. к. почти исключительной пищей их является кровь человека. Для содержания вшей раскладывают в особые коробочки с круглыми гнездами, дно и крышка которых затянута тонким газом. Для кормления вшей такие коробочки привязывают к предплечью или к бедру (рис. 5) на ночь или носят их на себе подолгу. При возможности работы с зараженными вшами в качестве «кормилок» договаривают лиц, переболевших сыпным или возвратным тифом. Роха-Лима и Сикора (Rocha-Lima, Sikora) кормили зараженных вшей на свиньях и морских свинках, надевая на них особые попоны с закрепленными приемниками для вшей. Внутрь коробочек со вшами кладут кусочки материи для откладки на них гнид. Гнид выплаживают в термостате в чашечках Петри с некоторым увлажнением. Длительность выплаживания зависит от температуры (см. Вши). Д. Позвоночные. Пресноводных рыб содержат в аквариумах из стекла, цинка или цемента с проточной водой или с продуванием нагнетаемым воздухом, смотря по величине рыб и емкости аквариума. Запас лягушек содержат в больших деревянных, металлических крашеных или цементных ящиках с наклонным дном и деревянным настилом; воду наливают на дно так, чтобы лягушки имели место для выхода из нее. ■ Сверху ящик закрывают сетчатой крышкой. Запас лягушек время от времени пересматривают для удаления издохших и для перемены воды. Лягушки содержатся зимой без ВСЯКОЙ ПИЩИ. В. Павловский.

Рисунок 1. Марлевый садок для малярийных комаров. Рисунок 2. Садок для культивирования блох. Рисунок 3. Блошиный завод: во внутреннем цилиндре из сетки помещдат грызуна; на дне ящика в опилках живут блохи, переходящие для питания на ншвотное. Рисунок 4. Установка для массового сбора вшей: а—стекло; Ь—защитный валик; с—полоса клейкой бумаги; d—завшивленная одежда; стрелкой показано направление падения света. Рисунок 5. Ношение камео для кормления вшей на человеке. Рисунок 6. План собачника при физиол. ин-те 1 МГУ: 1—клетки; 2—отверстие для стока воды; 3—ванна; 4—кипнтильник; 5—раковина с водопроводным краном; б—печь голландская; 7—облицовка стен метлахсьими плитками. Рисунок 7. Металли ie-ский цилиндр для морских свинок (термометрирование, инъекции). Рисунок 8. Операционный стол Debrand'a для кошки. Рисунок 9. Операционный стол для курицы. Рисунок 10. Операционный стол Mallassez'a для кролика. Рисунок 11. Металлическая клетка для мышей. Рисунок 12. Стеклянный цилиндр для мышей. Рисунок 13. Ушные номерки для кроликов. Рисунок 14. Ушная марка Im Nu.

Рисунок 15. Ножное кольцо для птиц. 2S2 Теплокровные, преимущественно млекопитающие Л. ж. Помещение, корм, уход и т. п.—-1) При содержании Л. ж. должны строго соблюдаться основные правила гигиены в отношении размеров помещения,вентиляции его, света, тепла, чистоты, достаточного питания животных, отделения больных от здоровых и т. д. 2) Условия жизни в питомнике должны возможно ближе подходить к условиям жизни животного в природе (особенно важно для дико живущих животных, например обезьян). 3) При устройстве помещения и установке режима необходимо считаться с тем, для какой цели животные содержатся (производители, запасные для опытов, животные для изучения условных рефлексов, для операций и т. д.).—П о м е щ е н и е для Л. ж. Помещение подопытных животных должно быть отделено и по возможности удалено от помещения для запасных животных и производителей. Основным типом помещения является клетка, в к-рой животные содержатся по одному (хищники, особенно собаки, для изучения условных рефлексов, оперированные, подопытные и контрольные) или по нескольку штук вместе (грызуны, в особенности морские свинки, крысы, мыши). В последнем случае необходимы предосторожности во избежание драк между самцами (кролики, морские свинки), раннего спаривания (кролики), поедания самцом потомства [кролики, крысы, мыши (не всегда)]. Клетки для одних и тех же животных иногда соединяются вместе в один общий загон, вольер и т. п. на открытом воздухе. В этом случае должны быть приняты меры против возможности бегства (глубоко входящая в землю наружная стенка в загоне для кроликов), против вредителей-грызунов, против дождя, сырости и холода [устройство специальных гнезд с теплой подстилкой (салома, сено), расположенных на нек-ром расстоянии от земли]. Размер клетки, говоря вообще, зависит от величины и количества находящихся в ней животных. Для собак лучшим размером считается 3—4 ж² на собаку, для кроликов—помещение в 75 см глубины, 75 см ширины и 50 см высоты на 1 кролика (глубина клетки для кроликов не должна превышать 80 см во избежание неудобства при вынимании животных). Основные принципы устройства пола клетки: а) наиболее совершенное удаление кала и мочи; б) материал, не портящийся от постоянного соприкосновения с мочой и калом; в) возможно меньшие потери тепла через пол. В связи с этим в клетках устраивается или наклонный пол из бетона, оцинкованного железа и т. п., с отверстием в наиболее низкой части, на к-рую насыпается слой часто сменяемых опилок, или двойной пол: нижний, наклонный с отверстием или выдвигающийся в форме покрытого оцинкованным железом плоского ящика, и верхний— решбтчатый из металлической сети или прутьев, на к-ром и помещаются животные. Ячея сети решотчатого пола должна быть достаточно велика, чтобы пропускать кал животного, но не настолько, чтобы в ней застревали лапы животных. Стены и пото- лок клеток должны отличаться прочностью и плохой теплопроводностью. В хорошо отапливаемых помещениях клетки могут быть сплошь металлическими; при недостаточном отоплении и на открытом воздухе предпочтительнее крытые железом деревянные клетки. В клетках грызунов выступающие деревянные части внутри клетки также должны быть покрыты железом. Устройство клеточных стен из металлических прутьев или сетки способствует вентиляции, чистоте и освещению клетки, но требует хорошего отопления помещения и мер предосторожности против крыс и мышей. Постоянное содержание лабораторных крыс и мышей в стеклянных банках не рационально в виду малой вентиляции помещения. При соединении нескольких клеток в одно здание-питомник стенки клетки б. ч. устраиваются из обычных строительных материалов (бетон, кирпич). Дверь, занимающая часть передней стенки, а иногда и всю ее, делается обычно из металлической сетки или прутьев на крепкой раме. Дверь должна удобно и быстро отворяться и затворяться (лучше всего автоматически), свободно пропускать животное, быть прочно подвешенной. В качестве постели для собак особенно рекомендуется устройство на задней стенке клетки откидной рамы с натянутой и легко снимающейся парусиной. Для кроликов и морских свинок в клетках закрытых помещений особой* подстилки не требуется за исключением того времени, когда у самки должны быть дети. О подстилках при содержании на открытом воздухе—см. выше. В клетках для крыс и мышей желательно (а для птиц— обязательно) устройство помещения для гнезда (деревянный ящичек с потолком и отверстием на боку) и материал для него: сено, солома, прутья, шерсть, вата. Для лазающих животных (обезьяны, кошки, крысы, мыши), а также для птиц должны быть устроены специальные приспособления (стволы, прутья, площадки, жерди). При содержании значительного количества

Рисунок 16. Собачник (план—см. рисунок 6).

животных весьма удобно соединение однотипных клеток в один общий питомник и устройство при нем специальной кухни, ванной, кладовой, изолятора и т. д. (рис. 6 и 16). Пища лабораторных животных в связи с особыми целями, для к-рых они обычно содержатся (физиол. эксперимент, операции), и особыми условиями их жизни (недостаточный моцион или полное его отсутствие) должна быть вполне полноценной, легко удобоваримой, но не слишком обильной. Пища обезьян преимущественно растительная: фрукты, ягоды (кроме винограда), орехи, из круп—рис и маис. Из азотистых веществ рекомендуются яйца. Дается также белый хлеб, печенье. Главными составрыми частями пищи собак являются 1) мясо с костями (не жирное, воловье или конское) или мясной порошок не менее ^XU по весу всего пищевого пайка. Сырое мясо несравненно питательнее и удобоваримее вареного, но неудобно из-за легкой загниваемости и возможности заражения паразитами. Кости даются в зависимости от развития зубного аппарата (птичьих следует избегать); 2) углеводистые вещества: различные крупы, особенно овсяная, в форме каши. Хлеб, особенно черный, переносится не всеми собаками одинаково хорошо. Сахар полезно давать перед опытами измерения мышечной силы, выносливости, перед операциями под общим наркозом и т. п.; 3) поваренная соль, прибавляемая к пище, и 4) чистая,вода. Общее количество пищи вычисляется на 1 кг животного из расчета выработки тепла =45,3 больших калорий на 1 кг при покое и комнатной t°. В среднем при весе до 12 кг общий вес пищи =^xU—^x/z кг; при весе тела от 12 до 25 кг вес пищи=³/4—-1-54 ^кг ^и ^ПР^И ^весе тела больше 25- кг вес пищи = 1³/₄—2^х/г ^кг- Кормление лучше всего производить раз в день, в точно определенные часы, давая только такое количество пищи, которое может быть съедено за раз. Пища не должна быть слишком горячей или холодной. Пища кошек отличается от пищи собак значительным преобладанием мяса (сырого), количество к-рого лучше всего доводить до всех 100% пайка. Наиболее питательным пищевым веществом для кроликов является овес (от 200 до 400 г в сутки на животное). Полезно также давать корнеплоды, свежие овощи (особенно кормящим самкам), сено; в летнее время—зеленую растительную пищу (траву, крапиву и т. п.). Дача зеленого корма должна производиться постепенно во избежание поносов. По той же причине не рекомендуется держать кроликов на одном зеленом корму продолжительное время; нельзя давать его молодым кроликам и кормящим самкам. При кормлении корнеплодами, свежими овощами и зеленым кормом нет необходимости давать воду отдельно. Корм морских свинок мало отличается от корма кроликов, но в виду легкой наклонности морской свинки к С-авитаминозу дача с пищей свежих овощей и корнеплодов зимой и зеленого корма летом является обязательной. Для корма крыс и мышей служат разные крупы (гречневая, овсяная, пшенная—лучше всего смесь) и во избежание авитаминоза—молоко с белым хлебом. Крысам полезно давать время от времени кусочки сырого мяса. Пищевой рацион г о-л у б е й и др. птиц составляется из различных круп.и воды. Дается и белый хлеб, смоченный молоком. Основные правила ухода за Л. ж. 1. Темп, помещения для Л. ж. должна быть не ниже 20° для обезьян и др. тропических животных; от +20° до +16° для японских мышей и около 16° для прочих Л. ж. Морские свинки, крысы и мыши несколько месяцев в году,, а кролики и голуби большую часть года могут проводить на открытом воздухе. 2. Вентиляция, сухость и чистота помещения одинаково необходимы для всех Л. животных. Особенно чувствителен в этом отношении молодняк, а из взрослых— обезьяны. Клетки для собак и кошек чистятся каждый день, в крайнем случае через день, дезинфицируются (вода с креолином и лизолом) 2—3 раза в год; собаки моются (вода, зеленое мыло, креолин или лизол) ежемесячно. Клетки для кроликов должны чиститься летом 3—4 раза, зимой 2—3 раза в месяц; 2—3 раза в год клетки обмываются дезинфицирующей жидкостью (вода с креолином или лизолом, известковое молоко). Опорожнение мочеприемников под клетками производится ежедневно. Подстилка в клетках для крыс и мышей меняется 2—3 раза в неделю; клетки чистятся 1 раз в неделю; подстилка в гнездах меняется раз в неделю (осторожное обращение с детенышами!). 3. Ровный, не слишком сильный свет необходим во всех случаях кроме родов. 4.' Больные, подопытные и оперированные животные должны содержаться отдельно и требуют различного в разных случаях ухода. 5. Животные, к-рым предстоит тяжелый опыт или операция, должны быть поставлены в исключительные условия как в отношении питания, так и детального ухода. 6. Животные, к-рым предстоит операция на пищеварительных органах, не должны за день до операции получать чего-либо кроме воды. 7. Обращение с Л. ж. должно быть по возможности мягкое. 8. О каждом животном питомника должна быть специальная запись в особой книге с пометкой о времени рождения, родителей, пола, особых примет, назначения, произведенных опытов и операций, перенесенных заболеваний, имевших место случек, родов и т. д. н. Окуиев. Применение Л. ж. Кошка спаривается 2 раза в году—с февраля по начало апреля и в нач. июня. Продолжительность беременности 54—56 дней. Родит 5—б слепых котят, прозревающих на 9-й день. Норма кормления молоком матери-—5 недель. Половозрелость наступает к концу первого года. Длительность жизни до 15—20 лет. Применяется для изучения действия О. В. и различных фармакол. веществ, а также в экспериментальной паразитологии, причем котят особенно используют для диагностики амебной дизентерии (впрыскивают в прямую кишку подозрительный материал и заклеивают anus тампоном на 2—3 дня;при наличии цист Entamoeba histolytica у котенка развивается типичная амебная дизентерия), в иммунологии (тканевой иммунитет) и др.— Собака очень широко применяется в качестве Л. ж. для различных операций, изучения обмена веществ и др. физиол. процессов, в эндокринологии, фармакологии, экспериментальной патологии,неврологии и паразитологии.—Баран (овца) использует- ся для серолог, и бактериол. целей. В частности отмытые эритроциты барана применяются в качестве одного ттз ингредиентов при реакции Вассермана. Долгое время пользоваться одним и тем же бараном не реко-■ мендуется, т.к. его эритроциты в таком случае становятся очень хрупкими и гемолизи-руют при прибавлении физиол. раствора. На scrotum барана удобно кормить клещей.— Коза служит экспериментальным животным. в частности для изучения возбудителя мальтийской лихорадки (Micrococcus meli-tensis), которой заражаются люди от козьего молока. Эритроциты козы могут быть используемы при серологических реакциях вместо эритроцитов барана.—Л о ш а д ь является иммунизаторным животным, которое широко используется в качестве «фабрики» для выработки различных антитоксических и других сывороток методом активной иммунизации. В крови лошади нормально имеется некоторое количество дифтерийного антитоксина.-— Корова (телята) находит себе специальное применение для добывания оспенного детрита посредством вакцинации животного оспенным вирусом. Свежие органы коровы (а также козы, овцы), взятые с бойни, применяются для фармакологических опытов и в эндокринологии (метод изолированных органов).— Кролик служит классическим животным для целей экспериментальной патологии, неврологии, физиологии, фармакологии (изолированное сердце и ухо), токсикологии, культуры тканей (зародыш кролика), иммунизации, серологии, бактериологии и генетики.— Морская свинка также широко используется в серологии (свежая сыворотка крови в качестве комплемента), бактериологии (например заражение различными бактериями), в экспериментальной паразитологии (например изучение миграций аскарид), в учении об инвазионных и инфекционных б-нях (напр. сыпной и возвратный тифы), для диагностич. целей (напр. tbc), в генетике и мн. др. Из других грызунов обычными являются белые крысы и белые мыши (экспериментальная патология, опыты с омоложением, онкология, паразитология, бактериология, токсикология и мн. др.).:— Ё ж является объектом для изучения естественной невосприимчивости к различным ядам и удобен для кормления на нем клещей при культивировании их в лаборатории,-— Обезьян применяют для изучения различных инфекционных б-ней (сыпной тиф, сифилис и др.) и для пересадок органов внутренней секреции (операции «омоложения» и др.).— Голуби применяются в качестве объектов в токсикологии, учении об О.В., фармакологии, экспериментальной патологии (напр. авитаминоз).— Цыплята в стадии зародышей являются излюбленным объектом для культуры тканей; служат важным предметом экспериментов по динамике развития и в генетике; куры применяются в специальных целях в бактериологии (например прививка риносклеро-мы, изучение причин невосприимчивости к сибирской язве) и в паразитологии ^культуры клещей, птичья малярия, спирохетоз).— Из пресмыкающихся иногда лслоль- зуют черепах для изучения tbc холоднокровных, воспалений, кровепаразитов и для воспитания на них различных клещей (Hyalom-ma, Ornithodorus и др.). Из других холоднокровных важнейшим Л. ж. является лягушка, применяемая в физиологии (сердце, нервно-мышечные препараты), патологии . (воспаление), фармакологии, токсикологии,-экспериментальной зоологии. — Аксолотль (см.) имеет более-ограниченное применение в экспериментальной зоологии, динамике развития, патологии, гистологии. — Наконец различные пресноводные рыбы (щука, окунь и др.) применяются для изучения функций внутреннего уха, газового обмена, кровообращения, жаберной функции и др. Способы использования Л. ж! сводятся к инъекциям, операциям, вскрытиям и специальным наблюдениям. Для инъекций необходимо прежде всего взять и иммобилизовать Л. ж. Для нек-рых из них применяют щипцы, resp. корнцанги для схватывания (напр. мышей и крыс). Других животных берут прямо руками; кошку схватывают за кожу шеи и люмбальной части туловища и прижимают к столу; если она не обездвиживается, то надавливают на область почек; иногда предварительно забинтовывают ноги, чтобы спрятать когти; у собак иногда забинтовывают морду и иммобилизуют челюсти. Свинку держат одной рукой за область плечевого пояска, захватив первую пару ног между большим и указательным пальцами, другой рукой берут за задние ноги. Если повернуть свинку вниз головой, она тотчас же делается неподвижной, поэтому различные манипуляции с морской свинкой могут быть производимы и без ассистента; ее привязывают к препаровальной доске за ноги и доску ставят так, ч'обы свинка была обращена головой вниз. Мышь иммобилизуют на столике Китазато или держат левой рукой за хвост, а пратой производят инъекции стремящемуся уйги животному. Белую крысу растягивают на столе, зах. атив кожу спины у щзи и хвоста двумя корнцангами; животное кладут б ю-хом кверху. Лягушку завертываю г в полотенце; черепаху держат навесу.—Инъекции с соблюдением общих правил стерилизации делают в толщу самой кожи (интра-кутанно), для чего берут тонкую и острую канюлю и вкалывают ее тотчас под поверхностью растянутых покровов в горизонтальном направлении так, чтобы самая игла просвечивала. Инъекцию производят медленно. При подкожном впрыскивании захватывают пальцами складку кожи, от j я-гивают ее и вкалывают иглу на 1—-2 см в подкожную ткань. Подкожную инъекцию или впрыскивание в грудной лимф, мешок лягушки делают через рот, прокалывая иглой, введенной в рот, ткани сбоку грудины и выводя конец иглы под кожу в лимф, мешок. Для специальных целей практикуются внутримышечные (чаще в m. quadriceps lemons) и внутрисуставные инъекции. В последнем случае у кролика используют коленный сустав. — В ну триб рюшин-н ы е впрыскивания—обычный лабораторный прием. Животное (морская свинка) поворачивают головой влиз, чтобы внутренности отошли к диафрагме. Иглу вкалывают перпендикулярно в левую нижнюю часть живота. В аналогичных случаях собаку, кошку или обезьяну привязывают к операционному столу (рис. 7, 8, 9 и 10).—Инъекция в вены производится с целью общей инфекции организма или для выяснения общего действия фармакол. веществ. Чаще применяют инъекции в краевую вену уха кролика и в хвостовую вену (лежащую на боку хвоста у его корня) мыши (крысы). Для предварительного расширения сосудов ухо или хвост выдерживают в горячей воде ( + 50°) или же смазывают кожу над сосудом ксилолом. Для инъекции в вену хвоста берут самую тонкую иглу, вроде тех, к-рые употребляют для впрыскивания анестезирующих растворов в десны. У лягушки впрыскивания производят в v. cutanea magna (на брюшной стороне). У крупных животных инъекцию делают в бедренную или плечевую вену, а также в v. jugularis externa.—При интракардиальных инъекциях (кролик, морская свинка) предварительно нащупывают место сердечного толчка и вкалывают иглу перпендикулярно. Для контроля правильности укола всасывают в иглу шприцем нек-рое количество крови. С у б д у-ральные, внутримозговые ивну-трижелудочковые инъекции производят после предварительной трепанации. Для взятия крови отстригают у мышей или крыс кончик хвоста. У кролика кровь берут из ушной вены, наложив на краевую вену ближе к основанию уха зажим; в набухший сосуд после местной дезинфекции вкалывают иглу шприца, к-рым и насасывают кровь. У морских свинок для взятия крови делают прокол сердца, каковую манипуляцию у одного и того же животного повторяют не ранее как через 3 недели. Удаляют шерсть с груди, смазывают кожу иодом и' быстрым ударом вкалывают иглу у левого края грудины на расстоянии 8—10 мм над вершиной угла между основанием мечевидного отростка и хрящом последнего ребра. Иглу вводят на глубину 15—20 мм и попадают ею в левый желудочек. У свинки в V₂ кг весом берут не более 10 см⁹ крови. У собак кровь берут или из v. femoralis (на привязанном брюхом кверху животном) или из поверхностных вен задней ноги; у обезьян—из локтевой вены. При взятии крови у барана выстригают шерсть на шее и дезинфицируют кожу. Барана кладут набок или держат за рога, зажав туловище между ногами. V. jugularis прижимают одной рукой у места выхода ее из-за грудной кости; в набухший сосуд вкалывают иглу и насасывают шприцем кровь. Через широкую иглу кровь может итти наружу самотеком. Для операций на нек-рых Л. ж. необходима подготовка. Операционное поле у собак бреют, а животных с мягкой шерстью заблаговременно освобождают от волос де-пиляторием (Strontium sulfuricum, Barium suli'uratum techn. и др.). За ^xj₂—1 сутки перед операцией животному не дают корма. Перед операцией—мытье операционного поля по общим правилам. У нек_грых животных (куры, кролику операции производят без наркоза, но животное, в частности кролика. иммобилизуют на специальном операционном столе. Общий наркоз производится эфиром (форма маски для собак и капельницы). Для избежания стадия возбуждения при наркотизации, за час до операции собаке делают подкожное впрыскивание 2,^ см³ 2%-ного раствора морфия. Морфий в комбинации с атропином (0,0005 Atropini sulfurici pro dosi) почти совсем подавляет вызываемую эфиром саливацию. Однако при многих опытах необходимо ограничиваться только одной этеризацией без дополнительн. применения алкалоидов. Более мелких животных (от мыши до кошки) наркотизируют под стеклянным колоколом или в соответствующих по величине стеклянных цилиндрах с притертой пробкой. Поместив в приемник животное, вводят туда же комок ваты, смоченной эфиром. Наркотизация получается не только от эфира, но и от действия выдыхаемой животным С0₂. Наркотизированное животное растягивают на операционном столе и поддерживают наркоз капельным способом. Рыб наркотизируют, пропуская через рот и жабры ток воды, к литру к-рой добавлено 10 см³эфира. Рыбу привязывают к особой подставке . Наркоз ее может длиться до 17г—2 часов. Для оживления рыбу переносят в часто сменяемую чистую воду. Лягушек для физиол. и фармакол. опытов удобно обездвиживать впрыскиванием в боковой спинной лимф. мешок 0,1 см³ 10%-ного раствора кураре. Паралич наступает через 5 мин.; парализованная лягушка дышит за счет кожи и слизистой рта. Кураре необходим при нек-рых вивисекциях млекопитающих; его применяют с одновременным искусственным дыханием в течение всего срока эксперимента. У собак, кошек, кроликов, обезьян применяют люм-бальную анестезию. Первых трех держат на столе в лежачем на брюхе положении. Левым указательным пальцем нащупывают ямку между последним поясничным и первым' крестцовым позвонками. Канюлю вкалывают отвесно по средней линии вниз, чтобы проникнуть в полость, занимаемую cauda equina. Правильность манипуляции подтверждается выступанием из канюли церебро-спинальной жидкости. На канюлю надевают шприц и медленно инъицируют ¹/_i см³ тропокаина или меньше. Местная анестезия производится кокаином (для операций на глазах, носоглотке, гортани—капанием в глаз, при иных операциях—инъекцией под кожу). Животных, находящихся под опытами, содержат в металлических клетках (рис. 11) или в стеклянных банках (цилиндрах) (рис. 12), к-рые легко стерилизуются. Опыты с заразными материалами должны быть производимы в особой комнате или в боксе. Существенное внимание должно быть уделено маркировке Л. ж.; мелким животным продевают сквозь ухо «сшивки» с выштампованными номерами. Для более крупных берут металлические пластинки, надевающиеся на кнопку подобно «вечной пуговице» или же дугообразно изогнутые и зажимаемые особыми щипцами на пистон или иного типа (рис. 13 и 14). Птицам на ноги или вокруг основания крыла надевают кольцо с номером (рис. 15). Крупным жи- вотным выжигают тавро на коже, рогах или на копытах. Мелким грызунам (мыши, крысы, морские свинки) делают вырезки на правом и левом ухе; удобно пользоваться пятнистыми расами, отмечая на штампе индивидуальной карточки расположение пятен. Термометрирование Л. ж. производится введением градусника в анальное отверстие. Важным показателем состояния подопытного животного является вес, к-рый определяют через определенные сроки. Вскрытие Л. ж. бывает патолого-анатомическое, паразитологическое и бактериологическое. Совершается оно но тем же правилам, что и вскрытие (см.) трупа человека, но с нек-рыми частными отличиями. Животное растягивают на препаровочной доске брюхом кверху. Размеры досок: для кроликов—60x40 см, а для морских свинок—46 х27 см. При бактериологическом вскрытии доска помещается на дно эмалированной кюветки подходящего размера. Животное прикалывают особыми кнопками за ноги. Кожа снимается с брюшной стороны. Раскаленной металлич. или стеклянной лопаточкой прижигают обнаженные ткани по линии предполагаемого разреза, который проводят стерильным скальпелем или ножницами. Посевы делаются как из различных жидкостей тела, набираемых в стерильные пипетки, так и из самих органов, к-рые вскрывают также после предварительного прижигания поверхности. При прижигании необходимо учитывать объем и характер ткани обрабатываемого органа. По окончании бактериол. вскрытия труп и вату сжигают или кипятят в котле и выбрасывают; инструменты и пипетки кипятят минут 15. Доску для вскрытия, кюветку, стол заливают на 1—2 часа 3%-ным карболовым или 5%-ным лизоловым раствором, после чего вытирают. Для вскрытия применяют препаровочные инструменты размеров, подходящих к величине вскрываемого животного.—Паразитологическое вскрытие имеет целью отыскание паразитов в теле животного или установление пат. изменений под влиянием паразитов. Паразитических Protozoa консервируют или на мазках или же в самих органах (исследование на срезах); метазойных паразитов, находящихся в тканях, извлекают с прилежащими частями последних или же кроме того в изолированном состоянии. Паразитов из полостных органов вынимают и фиксируют отдельно или же фиксируют все содержимое кишечника и методом деканта-дии изолируют паразитов. Пат.-анат. изменения от паразитов бывают в местах прикрепления их к телу хозяина, в местах локализации нормальной или извращенной, или же изменения носят общий (резорптивный) характер. Е. Павловский. Drosophil a—обширный род, включающий более 200 описанных видов. Как Л. ж. наибольшее значение имеет Drosophila me-lanogaster (раньше ampelophila). Изучение .этой маленькой плодовой мушки позволило Моргану сформулировать свои знаменитые законы (см. Морганизм). Исключительная легкость содержания и быстрота размножения делают дрозофилу незаменимым объектом как для иллюстрации законов наследст- венности, так и для дальнейшей исследовательской работы над ней. В отношении генетики (см.) изученность Drosophila me la-nogaster стоит на первом месте среди всех животных и растений. На примерах с дрозофилой можно наблюдать все основные типы закономерностей наследственности, как наследование связанных с полом признаков, Менделеевское расщепление, явления сцепления и отталкивания (перекрест) и т. д. Исключительно полно могут быть построены модели наследования б-ней при помощи т.н. летальных генов (см.). Может быть показано наследование доминантных -факторов и их проскоки. Без всякого труда на дрозофиле могут быть показаны также и закономерности популяции (см.). Вместе с тем только на работе с дрозофилой можно постигнуть все тонкости генетической науки и отшлифовать генетическ. мышление. (О разведении и содержании дрозофилы—см. Drosophila.) Методика работы с дрозофилой очень проста. Из оптич. приборов необходимо иметь бинокулярный микроскоп, в крайнем случае— обыкновенный с малым увеличением. Рассматриваются мухи, наркотизованные эфиром, что совершенно не влияет на их жизнеспособность и плодовитость. При посадке на свежий корм в банку кладется бумажка (сухая), на к-рую кладут спящих мух (иначе они погибнут, упав в корм). Для большинства скрещиваний необходимо употреблять виргинных (неоплодотворенных) самок. Их легко получить, просматривая культуру через 4—5 часов, т.к. вылупившиеся из куколок мухи обычно только лишь спустя 8 часов начинают копулировать. Для избежания залета в банку с поставленным скрещиванием посторонних мух (contamination) пробирка должна крепко затыкаться ваткой. В тех же целях просмотренных и ненужных мух надо выбрасывать в кристаллизатор с керосином, чтобы они не разлетались. Самка дрозофилы легко отличима от самца. У последнего на первых лапках имеются черные половые гребешки, и конец брюшка самца с его половыми органами округл, с верхней поверхности (крыловой) сильно пигментирован. Конец брюшка самки с половыми органами похож на треугольник, и его верхняя поверхность слабо пигментирована. Имеющиеся у дрозофилы в очень большом числе сложные и интересные для работы линии (напр. балансированные летали, запи-ратели хромосом, линии с делятированными хромосомами позволяют разводить самцов с летальными генами в ж-хромосоме и т. д.) систематично нигде не описаны. В СССР имеются богатые коллекции как мутаций, так и сложных линий дрозофилы. Их можно получить в отделе генетики Биологического ин-та Тимирязева при Комакадемии, в Ин-те экспериментальной биологии в Москве, на Центр, генетической станции с.-х. животных на ст. Жаворонки. В Тимирязевском ин-те имеются совершенно новые мутации (многие не исследованные) и новые сложные линии, полученные в проводимых этой лабораторией работах по воздействию рентген. лучей на ХРОМОСОМЫ Дрозофилы. Н. Дубинин. Лит.: Кальметт А., Негр Л. иБокэ А., Руководство по микробиологической и серологичес- 10, кой технике, М.—Л., 1928; М а к у ш о к М., Лягушка, М.—Л., 1926; Осипов А., Массовое разведет е кроликов, Л., 1930; Павловский Е., Наставление к собиранию, исследованию и сохранению комаров (Culicidae), Л., Академия наук СССР, 1927; Ребигер Г., Морская свинка, М.—Л., 1929; Эголи некий Я. Операции и опыты в физиологии, ч. 1, Томск, 19 30; Friedberger E. и. S с h i f f F., Die Methoden des Tierversuch.es (Hndb. d. pathogenen Mikroorganismen, hrsg. v. W. Kolle, R. Kraus u. P. Uhlenhuth, B. X, Jena—B. — Wien, 1929); Handbuch der mikrobiologischen Technik, hrsg. v. R. Kraus u. P. Uhlenhuth, B. II, В.—Wien, 1923; H a s e A., Ziichten von Wanzen, Lausen und Flo-hen (Hndb. d. pathogenen Mikroorganismen, hrsg. v. W. Kolle, R. Kraus, P. Uhlenhuth, B. X, Jena—В.— Wien, 1929); Klieneberger W., Blutmorpho-logie der Laborato.riumstiere, Lpz., 1927; К 1 i m m e r M., Technik und Methodik der Bakteriologie und Serologie, В., 1923; Martini E., Methoden zur Untersuchung von Mucken als Infektionstragern (Hndb. d. biologischen Arbeitsmethoden, hrsg. v. E. Abder-halden, Abt. XII, T. 1, В.—Wien, 1925); Meyer H. u. Gottlieb R., Die experimentelle Pharma-kologie als Grundlage der Arzneibehandlung, B.—Wien, 1920, (рус. изд.—СПБ, 1913); Mivart &., The cat, London, 1881; Rost F., Pathologische Physio-logie des Chirurgen, Lpz., 1921; Tiger stedt R., Handbuch der physiologischen Methodik, Lpz., 1910.

Смотрите также:

ЛАВАНДОВОЕ МАСЛО (ФУИ), Oleum Lavandulae, получается из цветов лаванды (Lavandula vera D. С, Lavand. officin. Chaix, Lav. spica var. a L. и Lavand. angustifolia Moench, сем. Labiatae-Lavan-dulaceae),—полукустарников менее 1 м высотой, покрывающих ...
ЛАВЕРАН Альфонс (Charles Louis Al-phonse Laveran, 1845 —1922), знаменитый франц. исследователь в области протозойн. б-ней. По окончании мед. фак-та в Страсбурге работал в во-енн. госпитале в Париже (1867—78), затем служил в ...
ЛАВРОВ Давид Мелитонович(1867—1929), известный русский фармаколог; окончил Московский ун-т сначала по естественному отделению физ.-мат. факультета, а затем и по мед. факультету. Долгое время состоял профессором фармакологии Юрьевского ун-та. В последние годы ...
ЛАВРОВИШНЕВАЯ ВОДА, Aqua Lauro-cerasi, бесцветная, тотчас после получения слегка мутноватая, затем становящаяся прозрачной жидкость, горьковатого вкуса, ароматного запаха; запахом и вкусом она несколько напоминает горькомин-дальную воду. Содержит 0,1% цианистого водорода. Л. ...
ЛАВРОВОЕ МАСЛО (Oleum Lauri expres-sum), бобковая мазь (Ф VII), получается вывариванием с водой или горячим выжиманием свежих плодов благородного лавра (Laurus nobilis сем. Lauraceae). Родина лавра—Малая Азия; в Европе растет по побережью ...